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O cultivo de microalgas apresenta um grande potencial biotecnológico, principalmente para a produção de substâncias bioativas naturais, as quais podem ser empregadas na indústria farmacêuticas e especialmente no desenvolvimento de alimentos funcionais, graças as suas propriedades nutricionais. Entre as microalgas comercialmente importantes, a Haematococcus pluvialis é considerada a principal fonte produtora de astaxantina natural, um carotenóide de alta ação antioxidante e com amplas aplicações nas indústrias de nutracêuticos, cosméticos, alimentícios e aquícola. Esta revisão teve como objetivo abranger os aspectos mais importantes da biologia, composição bioquímica, biossíntese e acúmulo de astaxantina nas células de H. pluvialis, além de sua ampla aplicação para humanos e animais. A metodologia utilizada neste trabalho foi uma revisão sistemática da literatura, apresentando as lacunas e oportunidades de pesquisa. Esse trabalho proporcionou uma visão mais ampla sobre as tecnologias e metodologias utilizadas para produção da H. pluvialis, proporcionando um norte aos futuros trabalhos a serem realizados. Durante o levantamento bibliográfico, observou-se que informações referentes ao cultivo de H. pluvialis, visando a produção de astaxantina, ainda é muito incipiente no Brasil, com resultados observados apenas em escala laboratorial, dificultando o entendimento real dos custos de implantação para uma possível produção comercial. Esse trabalho deu início a uma pesquisa maior e servirá como base para o exercício de futuras atividades, principalmente para dirimir dúvidas que possam vir a existir.
Palavras-chave: astaxantina; carotenóides; nutracêuticos; antioxidante; aquicultura.
As microalgas podem ser definidas como organismos unicelulares de crescimento rápido que apresentam clorofila-a, além de outros pigmentos fotossintéticos, cuja principal função é a manutenção, desenvolvimento e reprodução celular por meio da fixação do carbono, aumentando assim a sua biomassa. As microalgas respondem por aproximadamente 60% da produção primária do planeta, e quando cultivadas, alguns fatores devem ser levados em consideração, dentre eles estão os nutrientes (carbono e sais), luz (tipo e intensidade), pH e temperatura (Santos, 2015).
Nos últimos anos, houve um aumento no interesse em realizar estudos sobre a produção de microalgas. Isso se deve pela importância destes microrganismos nas diversas cadeias tróficas, bem como na possibilidade do seu uso em áreas como a saúde humana e animal, nutrição, meio ambiente, produção de energia e na obtenção de compostos de interesse das indústrias, alimentícia, química e farmacêutica, dentre outras (Bruno, 2001; Derner et al., 2006; Grobbelaar, 2004; Richmond, 2004).
Alguns países como a China, Israel, EUA, dentre outros, já produzem microalgas em escala comercial. Dentre as várias espécies que são cultivadas, pode-se destacar a Chlorella Beyerinck (Chlorophyceae) e Arthrospira Stizenberger, (Cyanophyceae) para a adição em alimentos naturais, e a Dunaliella salina Teodoresco (Chlorophyceae) e Haematococcus pluvialis Flotow (Chlorophyceae), para a obtenção de carotenóides, como o betacaroteno e a astaxantina (Becker, 2007; Derner et al., 2006).
Neste trabalho, o objetivo principal foi realizar um levantamento bibliográfico que mostrasse as principais metodologias e tecnologias utilizadas na produção da microalga Haematococcus pluvialis, visando a obtenção de astaxantina.
A microalga Haematococcus pluvialis pertence ao reino Plantae, Filo Chlorophyta, Classe Chlorophyceae, Ordem Chlamydomonadales, Família Haematococcaceae e gênero Haematococcus (Algaebase, 2020). A microalga Haematococcus lacustres também é considerado um sinônimo taxonômico de Haematococcus pluvialis. Atualmente, são conhecidas 16 espécies dentro deste gênero e as primeiras observações do gênero Haematococcus datam de 1797, efetuadas por Girod-Chantrans, tendo a primeira descrição de Haematococcus pluvialis realizada por Flotow, em 1844 (Lorenz, 1999).
A primeira descrição mais detalhada sobre o ciclo de vida da H. pluvialis foi publicada por Hazen, em 1899, no boletim do Torrey Botanical Club. Nesta descrição, foi notado que a microalga se encontrava, frequentemente, com uma coloração avermelhada. Assim, começou a descrever o ciclo de vida como se em sua primeira fase, a H. pluvialis, existisse em estado de cisto, na qual as células apresentariam uma coloração avermelhada e, respectivamente, um estado móvel, com células apresentando uma coloração verde e flagelos, seguindo-se novamente um estado de cisto com coloração vermelha. Hazen não identificou a natureza química deste corante avermelhado, assim denominou a substância de hematocrômio. Atualmente, sabe-se que se trata do carotenóide astaxantina (Martins, 2014).
A microalga Haematococcus pluvialis é unicelular móvel, biflagelada e uninucleada. As suas células apresentam uma forma ovoide, elipsoide ou elipsóidecilíndrica (Algaebase, 2020). Durante o seu crescimento, tanto pode apresentar formas móveis como imóveis. Quando se apresenta móvel, as células ovoides podem alcançar 8 a 50 μm de diâmetro (Boussiba, 2000; Martins, 2014), apresentam um protoplasma muito afastado da parede celular, sendo esta relativamente fina e separada do plasmalema por um espaço mucilaginoso atravessado por fios protoplasmáticos finos (Hoek et al., 1995) (Figura 1).
Figura 1. microalga Haematococcus pluvialis (Flotow).
Fonte: O próprio autor.
Quando em sua forma imóvel, denominada de cisto, possui uma parede mais espessa, existindo um pequeno espaço periplasmático limitado internamente por um plasmalema bastante sinuoso. As características estruturais do protoplasma são semelhantes às das células móveis, com exceção dos flagelos que estão ausentes, no entanto, não se observam estigma nem vacúolos contrácteis (Figura 2) (Martins, 2014).
Figura 2. Haematococcus pluvialis (Flotow) em forma de cistos verdes.
Fonte: Elaborado a partir de Martins (2014).
A Haematococcus pluvialis se reproduz de maneira assexuada, com a formação de zoósporos biflagelados, cistos ou aplanósporos e também se reproduz sexuadamente por isogamia. Em condições de estresse, como escassez de nutrientes, elevada radiação, salino, entre outros tipos, a forma vegetativa móvel transforma-se num imóvel mais resistente, denominada de cisto (Martins, 2014). Nesta forma, suas células são facilmente visíveis devido à coloração avermelhada que adotam. Esta coloração deve-se ao acúmulo do pigmento carotenóide astaxantina (Hoek et al., 1995). Durante o ciclo de vida, ocorre um crescimento das células vegetativas flageladas, e elas predominam desde que existam quantidades de nutrientes suficientes (Kobayashi et al., 1997b; Martins, 2014). Quando as condições ambientais se tornam desfavoráveis, os cistos são vistos com mais frequência (Lorenz, 1999). Kobayashi et al. (1997a, 1997b), estudaram o ciclo de vida de H. pluvialis ao longo de duas semanas e investigaram os mecanismos das alterações morfológicas, dividindo o ciclo de vida em quatro fases: 1- crescimento das células vegetativas; 2- encistamento; 3- maturação; 4- germinação (Figura 3).
Figura 3. Esquema evidenciando as principais fases do ciclo de vida da Haematococcus pluvialis (Flotow).
Fonte: Elaborado a partir de Martins (2014)
Na fase 1, inicialmente, ocorre o crescimento das células vegetativas, que está ligado diretamente a fatores ambientais como nutrientes, temperatura, luz, humidade, dentre outros. Na fase 2, as células vegetativas apresentam formato elipsoidal e aumentam em número, além de movimentarem-se ativamente devido aos dois flagelos (Kobayashi et al., 1997b).
Na fase 3, as células tornaram-se cistos esféricos imóveis, designando-se esta fase de encistamento. Nesta fase, o cisto encontrava-se imaturo, ocorrendo uma série de alterações físicas e ao nível do conteúdo intracelular (Kobayashi et al., 1997b). O volume das células cresceu drasticamente e entraram em uma fase de inatividade, na qual a célula fica envolvida por uma parede de celulose muito resistente, composta por substâncias tais como a esporopolenina. O protoplasto apresentou uma cor avermelhada devido ao amplo acumúlo de astaxantina (Boussiba, 2000). A biossíntese de carotenóides nos cistos torna-se bastante significativa, ocorrendo assim a fase de maturação, em que o cisto imaturo se torna maduro (Martins, 2014).
Quando o meio de cultivo se torna livre de agentes estressores, verifica-se o reaparecimento de células móveis, sendo esta quarta fase denominada de germinação (Martins, 2014).
Vale ressaltar que durante o ciclo de vida, as células vegetativas têm elevados percentual de clorofila e proteína, e baixos níveis de carotenóides. Durante o encistamento ocorre diminuição de clorofila e proteínas e o aumento da biossíntese de carotenóides. A germinação coincide com a síntese de clorofila, proteínas e degradação de carotenóides (Martins, 2014). Devido ao crescente interesse na produção da astaxantina natural, torna-se muito importante o conhecimento do ciclo de vida da H. pluvialis (Kobayashi et al., 1997b).
O habitat natural característico da H. pluvialis é quase sempre limitado a pequenas piscinas temporárias, tais como cavidades rochosas periodicamente preenchidas com água da chuva, bacias de concreto e banhos de pássaros. Estes locais estão propícios a flutuações rápidas e extremas de parâmetros físicos, como intensidade luminosa, temperatura e concentração de sais, ou condições limitantes para qualquer forma de vida. (Burchardt et al., 2006). Ocasionalmente, a H. pluvialis surge também em grande quantidade em rios ou às margens de lagos, quando expostos a condições extremas (Canter-Lund; Lund, 1995).
As tendências relacionadas ao consumo de alimentos naturais para melhorar a saúde humana estão mudando e o interesse por esses produtos alimentares estão aumentando. Portanto, a indústria de alimentos está desenvolvendo novos produtos alimentícios enriquecidos com ingredientes funcionais que podem fornecer benefícios à saúde, além dos nutrientes tradicionais (Yao et al., 2020). Dessa forma, as microalgas podem ser de grande relevância, visto que são uma fonte importante de nutrientes funcionais com várias aplicações biotecnológicas em potencial comprovadas (Michalak; Chojnacka, 2015).
Diversos trabalhos constataram que as microalgas contêm vários compostos bioativos que apresentam alto valor agregado no mercado com aplicações importantes, principalmente, nas indústrias de alimentos, cosméticos, farmacêutica e biocombustível (Amaro et al., 2011; Gouveia et al., 2008). Esses compostos bioativos são reconhecidos por prevenir uma variedade de doenças e manter boa saúde em humanos (Plaza et al., 2008; Rao; Rao, 2007).
Destes compostos bioativos, os carotenóides são a classe mais extensa de pigmentos sintetizados por microalgas. Cerca de 30 deles desempenham um papel direto na captação de luz e na transferência de energia durante a fotossíntese (Varela et al., 2015), enquanto outros estão envolvidos no mecanismo de defesa contra alguns radicais livres que causam danos foto-oxidativos (LI et al., 2009). Entre a variedade de espécies de microalgas, a Haematococcus pluvialis é amplamente conhecida por ser a melhor na síntese de astaxantina, atingindo de 3 a 5% do pigmento natural por peso seco (Saini; Keum, 2018).
Ruiz-Domínguez et al. (2019), em estudo realizado com a H. pluvialis, mostrou que de todos os carotenóides encontrados, a astaxantina total (considerada a soma dos ésteres livres de astaxantina e astaxantina) apresentou a maior concentração seguido de β-caroteno, cantaxantina e luteína (Figura 4).
Figura 4. Concentração (%) de carotenóides individuais e totais extraídos da microalga Haematococcus pluvialis.
Fonte: Elaborado a partir de Ruiz-Domínguez et al. (2019).
A astaxantina é um carotenóide pertencente a subclasse das xantofilas, abundante em animais marinhos, tais como peixes, crustáceos, algas e o plâncton (Hussein et al., 2006). É o principal carotenóide encontrado nos salmões selvagens, conferindo sua cor vermelha escura única (Higuera-Ciapara et al., 2006; Sébert et al., 2010). A astaxantina produzida a partir de H. pluvialis é uma fonte natural primária de astaxantina para consumo humano (Gong et al., 2020; Fassett; Coombes, 2011; Sarada et al.,2002).
A astaxantina contém 40 átomos de carbono, a qual é caracterizada pela presença de oxigênio em sua estrutura molecular. É estruturalmente similar ao β-caroteno e a outras xantofilas, como a luteína, cataxantina e zeaxantina, que têm em comum uma longa cadeia hidrocarbonada, com ligações duplas conjugadas (cadeia poliênica), contendo um anel de carbono em cada uma das extremidades. Difere dos outros carotenóides pela presença de grupamentos hidroxila (-OH) e cetona (C=O) nos anéis terminais (Figura 5), os quais dão à molécula uma maior polaridade e maior atividade antioxidante, quando comparado aos demais (Yang et al., 2013).
Figura 5. Estrutura molecular da astaxantina.
Fonte: Elaborado a partir de Yang et al., 2013.
Em sua forma livre, a astaxantina é considerada instável e suscetível à oxidação, sendo encontrada na natureza na forma conjugada com proteínas ou esterificada com uma ou duas cadeias de ácidos graxos. Em H. pluvialis, a forma esterificada predomina na forma de um monoester (Han et al., 2013; Schütz, 2014).
A astaxantina não pode ser produzida por animais superiores e eles a absorvem por meio do consumo de fontes naturais, tais como algas, bactérias e fungos (Yuan et al., 2011). Animais, como salmão, lagosta, camarão e truta, adquirem astaxantina consumindo algas ou bactérias que a contém, e o acúmulo desta em sua carne, pele ou exoesqueleto é o que dá aparência rosada ou avermelhada a eles (Kidd, 2011). Portanto, a astaxantina também é usada como ingrediente alimentar na aquicultura, para dar uma cor avermelhada, principalmente no cultivo de salmão, truta e camarão (Higuera-Ciapara et al., 2006). Os seres humanos são capazes de obter astaxantina ao consumir frutos do mar que a contém ou suplementos alimentares, sintéticos ou extraídos de H. pluvialis (Kidd, 2011
A astaxantina sintetizada pela H. pluvialis é formada a partir do β-caroteno, quando em condições estressantes durante a biossíntese de carotenóides (D’Alessandro; Antoniosi-Filho, 2016), e possui como característica especial a sua cor avermelhada (Gouveia et al., 2008; Spolaore et al., 2006; Zhang et al., 2014).
Vários organismos são capazes de sintetizar astaxantina, destes podemos destacas as microalgas Haematococcus pluvialis, Chlorella zofingiensis e Chlorococcum sp., as leveduras Xanthophyllomyces dendrorhous e Candida utilis e algumas bactérias como Agrobacterium aurantiacum, Halobacterium salinarum, Mycobacterium lacticola e Brevibacterium spp. (Ghiggi. 2007; Ip; Chen, 2005; Liu; Lee, 2000; Miao et al., 2006; Schmidt et al., 2011; Yuan et al., 2002). A Tabela 1 lista as principais microalgas produtoras de astaxantina.
Tabela 1. Microalgas produtoras de astaxantina, de acordo com as concentrações produzidas por biomassa seca (% massa / massa).
Pesquisas realizadas com Chlorella zoofingiensis atraiu alguns interesses a esta microalga como produtora alternativa astaxantina, devido à sua elevada velocidade de crescimento em diversas condições de cultivo: fotoautotróficas, mixotróficas e heterotróficas (Del Campo et al., 2007; Ip et al., 2004; Orosa et al., 2000; Sun et al., 2008). Entretanto, das espécies apresentadas na Tabela 1, a microalga com o maior potencial produtor de astaxantina na natureza é a Haematococcus pluvialis, devido à sua capacidade de acumular grandes quantidades do carotenóide em condições de estresse (Boussiba, 2000; Lemoine; Schoefs, 2010).
Pelo maior controle dos processos, a produção de astaxantina em escala industrial, costumeiramente, tem sido realizada por síntese química derivada do petróleo (Boussiba et al., 2000; Olaizola, 2003; Yoshihiro et al., 1997). Contudo, a forma sintética, além de ter alto custo de produção, pode apresentar em seu produto final uma astaxantina com configuração estrutural diferente da natural (Boussiba et al., 2000).
Vários isômeros de astaxantina têm sido caracterizados com base na configuração dos dois grupamentos hidroxilas da molécula. O estereoisômero 3S,3´S é a principal forma encontrada na H. pluvialis, enquanto a forma sintética contém principalmente o isômero 3R,3´S (Higuiera-Ciapara et al., 2006; Hussein et al., 2006; Kidd, 2011). Esta diferença aumenta a instabilidade da molécula e seu efeito pode ser diferente da astaxantina natural, a qual é esterificada, conferindo-lhe uma estabilidade maior e prevenindo contra oxidação (Santos, 2015; Schmidt et al., 2011).
A astaxantina sintética é produzida a partir de fontes petroquímicas, o que levanta questões de segurança alimentar, poluição e sustentabilidade (Li et al., 2011; Milledge, 2011). Sua utilização fica restrita ao uso como aditivo na alimentação de peixes para fins de pigmentação e está proibida o consumo direto pelos seres humano em alimentos ou suplementos (Li et al., 2011). O uso de compostos químicos sintéticos tem sido estritamente regulado (Yamane et al., 1997), tornando a fonte natural de astaxantina a preferível (Kusdiyantini et al., 1998). Assim, como a sociedade estimula uma transição para "soluções verdes" e produtos naturais, a astaxantina derivada de algas parece estar ganhando potencial no mercado. (Panis; Rosales-Carreon, 2016, Nguyen; 2013; Pérez-López et al., 2014).
Quanto ao uso da astaxantina produzida pela H. pluvialis, talvez o seu maior potencial seja na aquicultura, principalmente na adição em dietas para alimentação de peixes e crustáceos, visando realçar a cor da carne e pele, o que agrega valor ao produto (Lorenz; Cysewski, 2000).
Mais de 95% do mercado da aquicultura consume derivados da astaxantina sintetizados quimicamente. Em paralelo a essa realidade, o aumento da demanda de consumo por produtos naturais faz com que os pigmentos quimicamente sintetizados sejam a cada dia menos desejáveis, sendo adquirido apenas devido maior oferta no mercado, o que proporciona uma oportunidade para a produção de astaxantina natural (Lorenz e Cysewski, 2000; Ni et al., 2005; Orosa et al., 2005; Valduga et al., 2009).
Outros segmentos de mercado que a astaxantina natural pode empreender são os de fármacos e alimentícios, principalmente por possuir conhecidas propriedades anti-inflamatórias e antioxidante (Gross et al., 2006; Guerin et al., 2003). A astaxantina contribui amplamente para a melhora do sistema imunológico em seres humanos e animais, além de possuir diversas propriedades protetoras contra inflamação, úlcera, câncer, neurodegeneração, diabetes e doenças cardiovasculares, como a arteriosclerose (Ciccone et al., 2013; Lorenz; Cysewski, 2000), bem como efeitos protetores hepáticos (Yuan et al., 2011). Com a atual pandemia provocada pelo surto de coronavírus, Talukdar et al. (2020a, 2020b) sugerem que o uso da astaxantina, associado a medicamentos antivirais, beneficiaria muito os pacientes com COVID-19, melhorando sua saúde e reduzindo o tempo de recuperação.
A produção de carotenóides com uso de biotecnologia e de forma natural, como a astaxantina, é um campo de pesquisa de grande interesse devido ao seu alto valor de mercado e o crescimento da demanda por produtos naturais (Hui et al., 2005).
O valor de mercado da astaxantina varia geralmente entre US$ 2.500 – 7.000/kg, enquanto seu potencial de mercado global foi estimado em mais de US$ 1,5 bilhão até 2020 (Borowitzka, 2013; Koller et al., 2014; Milledge, 2011; Panis; Rosales-Carreon, 2016; Pérez-López et al., 2014). Desse mercado, mais de 95% refere-se à astaxantina produzida sinteticamente, enquanto que a produzida a partir de algas representa aproximadamente 1% da quantidade comercializada (Koller et al., 2014; Li et al., 2011; Pérez-López et al., 2014).
A produção da microalga H. pluvialis proporciona algumas características desfavoráveis quando comparada com a produção em escala comercial de outras microalgas, principalmente devido à complexidade do seu ciclo de vida e ao seu crescimento lento (Cifuentes et al., 2003). Estes mesmos autores mostram que além da influência de fatores como nutrientes, intensidade luminosa e estresse salino, o tempo de cultivo também é crucial, visto que as células mais jovens são mais sensíveis aos fatores que desencadeiam condições adversas.
O processo de produção de astaxantina pode ser limitado devido à baixa produtividade de células verdes nos cultivos de H. pluvialis, uma vez que a astaxantina é acumulada no interior dos cistos. Dessa forma, a otimização da fase de crescimento vegetativo é importante para alcançar bons rendimentos de astaxantina (Garcia-Malea et al., 2006; Ghiggi. 2007; Santos, 2015).
Diversos fatores limitantes levam à redução na taxa de crescimento e, concomitantemente, reflete em menor número de células produtoras de astaxantina. Tanto no ambiente natural quanto em cultivos controlados, o crescimento de uma população de microalgas é resultado da interação entre fatores biológicos, físicos e químicos (Vonshak; Torzillo, 2004).
A manipulação de fatores ambientais e nutricionais, principalmente a variação da intensidade luminosa e na fonte de nitrogênio, otimizam o crescimento da H. pluvialis (Zhang et al., 2009). Cavalheiro et al. (2000), em trabalho realizado por aproximadamente 38 dias, submeteram H. pluvialis a um cultivo em que a intensidade luminosa foi de 70 µE m-2 s-1, fotoperíodo de 12 horas, além do meio de cultura adequado com a adição de vitamina B12 e biotina. Os autores verificaram que as células móveis, que eram predominantes nos primeiros dias, foram substituídas gradativamente pelos cistos, que se tornaram dominantes a partir do 12o dia, atingindo uma densidade máxima no 33o dia de cultivo.
Torzillo et al. (2005), depois de submeterem células flageladas de H. pluvialis as várias intensidades luminosas, concluíram que a de 200 µmol m-2s-1 era a intensidade ideal para o crescimento, representando um limite acima do qual ocorreriam alterações nos parâmetros fotoquímicos e na composição de pigmentos.
Goksan et al. (2011) analisaram as características de crescimento de H. pluvialis quando afetado pela fonte de nitrogênio (nitrato de sódio, nitrato de potássio, nitrato de amónio e ureia), vitaminas e luz. O melhor crescimento ocorreu quando a concentração de nitrato de sódio era de 1,0 g/L e a de nitrato de potássio de 0,5 g/L, com luminosidades entre 75 e 150 µmol m-2 s-1.
Fatores biológicos estão relacionados com às taxas metabólicas individuais da espécie cultivada, bem como a sua dinâmica da comunidade ao qual está inserida, em que outros organismos podem alterar o desenvolvimento da microalga. Fatores químicos relacionados à composição do meio de cultura influenciam tanto o crescimento quanto a composição bioquímica, que varia com a disponibilidade de nutrientes, salinidade e pH. Já os fatores físicos são relativos ao fotoperíodo, intensidade luminosa e temperatura (Devgoswami et al., 2011; Fábregas et al., 2001; García-Malea et al., 2009; Guerin et al., 2003; Hata et al., 2001; Huang et al., 2019; Imamoglu et al., 2007; Rousch et al., 2003).
Segundo Gladue (1991), a maioria das espécies de alga é fotoautotrófica e sua produção de material orgânico é reflexo da atividade fotossintética, podendo ser expressa pelo incremento da população (Balech, 1977), ou seja, a taxa de crescimento. Nos cultivos, a luminosidade apresenta ser um dos fatores principais do crescimento das microalgas e varia de acordo com profundidade, latitude e tempo (diariamente e sazonalmente). De toda a radiação eletromagnética incidente sobre os organismos fotossintetizantes, somente o espectro visível, ou seja, comprimentos de onda entre 400 e 720 nm (radiação fotossinteticamente ativa – PAR), podem ser absorvidos e usados para a fotossíntese (Lips; Avissar, 1990).
As clorofilas, os carotenóides e as ficobilinas são os principais pigmentos envolvidos na fotossíntese em microalgas e cada um absorve comprimentos de onda específicos. Aproximadamente 40% da energia solar que incide sobre a superfície terrestre num dia de céu aberto constitui a PAR e equivale a cerca de 1800 – 2000 µmol fótons m-2s-1. Uma vez captada pelos pigmentos fotossintéticos, a energia luminosa é transferida para os centros de reação onde será utilizada para as reações fotoquímicas (Masojídek et al., 2013; Santos, 2015). A quantidade de energia luminosa recebida pelo sistema fotossintético irá impactar na quantidade de carbono que pode ser fixado, determinando a produção de biomassa e sua taxa de crescimento (Tzovenis et al., 2003). O regime de luz também é um componente crítico na projeção da produção de biomassa (Falkowski; Raven, 2007; Kirk, 1983; Tzovenis et al., 2003).
Após estudos realizados, Litchman (1998) percebeu como as taxas de crescimento do fitoplâncton fotoautotrófico são afetadas em diferentes condições de fotoperíodo e irradiância. Uma alteração no regime de luz também pode influenciar a taxa de absorção de nutrientes, de modo que o autor concluiu que o excesso de luz é prejudicial aos fotoautotróficos, pois pode gerar efeito de inibição sobre os pigmentos por meio de sua foto-oxidação e também das enzimas envolvidas no processo fotossintético (Boney, 1989).
Portanto, a intensidade de luz e seu fotoperíodo, como também a sua qualidade, interferem no crescimento da microalga. Conforme Katsuda et al. (2004), H. pluvialis apresentou maior crescimento vegetativo quando iluminada com LED vermelho, mas quando submetida a LED azul, foi observado uma supressão no crescimento vegetativo e a indução de intenso acúmulo de astaxantina.
A temperatura, irradiação, concentração de nitrato e fosfato, pH e da interação desses fatores, são responsáveis por diferenças significativas no crescimento da microalga H. pluvialis (Borowitzka et al., 1991; Boussiba, 2000; García-Malea et al., 2006; Orosa et al., 2005; Tran et al., 2019).
Para a nutrição, as microalgas necessitam de diversos nutrientes minerais e algumas espécies têm melhor desempenho com o acréscimo de vitaminas. Os macronutrientes requeridos pelas microalgas são: carbono, nitrogênio, oxigênio, hidrogênio, fósforo, cálcio, magnésio, enxofre e potássio. Também é necessário micronutrientes, metais traço ou elementos minoritários, e geralmente requerem ferro, manganês, cobre, molibdênio e cobalto (Barsanti; Gualtierri, 2006).
As microalgas têm necessidades nutricionais específicas e para otimizar a produção das células verdes de H. pluvialis é necessário uma alta concentração de nitrato e fosfato (20 e 1 mM, respectivamente), pH entre 6,0 – 7,0 e adição de acetato (0,25% p/v) como fonte de energia adicional (Borowitzka et al., 1991; Boussiba, 2000; Orosa et al., 2005).
Entre os macronutrientes, o carbono é o elemento utilizado em maiores concentrações, inclusive pelas espécies mixotróficas. Essa demanda deve-se ao carbono estar presente em todas as moléculas orgânicas produzidas, tais como as proteínas, carboidratos, ácidos nucléicos, lipídios e outras. Culturas de microalgas podem tornar-se limitadas em carbono, mesmo em baixa densidade celular (Lombardi; Maldonado, 2011; Tran et al., 2019) e, dependendo da velocidade de crescimento, haverá rápido consumo do carbono disponível com elevação do pH da cultura para valores superiores a pH 9.0 em sistemas não tamponados (Lourenço, 2006; Santos, 2015).
Quanto ao pH do cultivo, este deve ser controlado de maneira específica, visto que é importante para que os nutrientes estejam disponibilizados no meio de cultura e as microalgas possam utilizá-los (Han et al., 2020). A adição de gás carbônico (CO2) pode servir como nutriente, mas também auxilia como controlador do pH que naturalmente aumenta em decorrência do crescimento das microalgas (Lourenço, 2006; Santos, 2015; Tran et al., 2019).
Em cultivos realizados em sistemas fechados, o pH pode atingir valores elevados e tornar o meio impróprio para o crescimento. Dessa forma, o uso de tampões de pH pode evitar a sua variação ou mesmo torná-las discretas, além de torná-las mais toleráveis para as microalgas (Han et al., 2020; Lourenço, 2006; Santos, 2015).
Com relação a extração da astaxantina da microalga H. pluvialis, as metodologias mais comuns são as seguintes: extração assistida por microondas, ultrassom, homogeneização por alta pressão (HPH), extração com líquido pressurizado (PLE), extração assistida por enzimas e extração supercrítica de fluido (SFE), que geralmente é baseado no uso de dióxido de carbono supercrítico (SC-CO2). Esta ultima é mais atraente do que outros métodos para a recuperação de compostos valiosos, mesmo após considerar a proteção ambiental (Yen et al., 2015), visto que muitos produtos naturais bioativos são termicamente pouco estáveis e podem se degradar durante o uso dos métodos tradicionais de extração. Desta forma, o uso de SC-CO2 tem demostrado mais eficácia na extração de compostos bioativos (Da Silva et al., 2016; Gałuszka et al., 2013; Reyes et al., 2014), preservando essas biomoléculas da degradação durante o processo de extração.
Nos últimos anos, houve um crescente interesse pela astaxantina natural produzida pela microalga H. pluvialis em detrimento da produzida artificialmente. Em vista disso, muitas melhorias científicas foram alcançadas, principalmente em inovação, tecnologia para produção em larga escala e de serviços, sempre visando obter uma astaxantina mais refinada. No entanto, sua produção comercial ainda é muito onerosa, devido o investimento inicial depender de tecnologia de ponta.
Apesar dos avanços significativos nas pesquisas e no desenvolvimento de novas tecnologia para a produção de astaxantina pela microalga H. pluvialis, seu cultivo no Brasil ainda está em escala laboratorial e enfrenta dificuldades para ser implementado em escala comercial. Acreditamos que para a melhoria na capacidade de produção da H. pluvialis, teremos que investir no desenvolvimento de inovações tecnológicas, na redução do custo de produção, boas práticas de cultivo e no beneficiamento da astaxantina.
A Fundação Cearense de Apoio ao Desenvolvimento Científico e Tecnológico (FUNCAP), a Secretaria do Desenvolvimento Agrário do Governo do Estado do Ceará e a Universidade Federal do Ceará.
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Recebido: 15 jun. 2020
Aprovado: 02 out. 2020
DOI: 10.20985/1980-5160.2020.v15n3.1651
Como citar: Souza, R.L.M.; Vianna, W.K.R.; Moreira, M.S.M. et al. (2020). Inovações tecnológicas no cultivo da microalga Haematococcus pluvialis: revisão. Revista S&G 15, 3, 223-234. https://revistasg.emnuvens.com.br/sg/article/view/1651